为何只要一个镜像，而非两个
一个手性分子和它的镜像是对映体——在所有「平面」性质上完全相同，却不可重叠，就像左右手。由于蛋白的活性位点本身具有手性，分子识别能区分这两者：一个对映体也许结合得很紧，另一个则几乎不结合。常常只有一个对映体携带所需的活性；另一个可能惰性，或更糟，命中某个脱靶而引起毒性。这就是为什么监管机构期望对使用外消旋体而非单一对映体给出明确理由。
通往单一对映体的三条路线
第一条路线是[[chiral-pool|手性库]]：从一个廉价、天然就是单一对映体的分子出发——氨基酸、糖、萜——把它的手性贯穿你的合成。如果某个砌块已经带有你所需构型的立体中心，你就几乎免费获得了对映纯度。其局限在于可得性：大自然丰富地供给某些构型，而它们的镜像则很稀少。
第二条路线是[[asymmetric-synthesis|不对称合成]]：用手性催化剂、试剂或辅基选择性地构建立体中心——例如不对称氢化、有机催化或酶催化。做得好，它能从非手性原料按需构建任一对映体。代价是方法开发：找到能给出高对映体过量（ee）的催化剂与条件，可能要下真功夫。
第三条路线是拆分：先做外消旋体，再分离对映体。经典拆分用手性酸或碱形成可结晶分开的非对映体盐；手性色谱（手性 SFC/HPLC）则把它们物理分开，是早期快速交付两个对映体供测试的主力。拆分会浪费多达一半的物料，因此在早期方便，却很少是放大时的答案。
实践中如何选策略
没有唯一正确的答案——最佳策略取决于你处在项目的哪个阶段。早期你看重速度，以及把两个对映体都拿到手里去测试；后期，当某一个对映体成为确定的候选药物时，你看重一条干净、可放大的路线。一个合理的默认推进顺序如下。
- 早期，当你只需两个对映体来做测试时，做外消旋体再用手性色谱分离——通往数据的最快路径。
- 如果某个手性库砌块恰好匹配你所需的立体中心，就用它——几乎不费额外功夫即得对映纯度。
- 一旦确定单一对映体为候选，就投入不对称合成，给出干净、可放大、低浪费的路线。
- 在下构效关系结论之前，务必测定 ee（手性 HPLC）并确定绝对构型。